北京大学学报(自然科学版) 第62卷 第2期 2026年3月
Acta Scientiarum Naturalium Universitatis Pekinensis, Vol. 62, No. 2 (Mar. 2026)
doi: 10.13209/j.0479-8023.2026.015
收稿日期: 2025–12–14;
修回日期: 2025–12–20
摘要 为明确长链脂肪酸(LCFAs)对肿瘤免疫微环境的调控作用及机制, 以髓源抑制性细胞(MDSCs)及多种小鼠肿瘤模型为研究对象, 采用体内外 LCFAs 暴露及高 LCFAs 饮食干预等方法, 分析 LCFAs 对 MDSCs 免疫抑制功能、CD8+ T 细胞抗肿瘤免疫及肿瘤进展的影响。研究结果表明, 通过在体外和体内采用 LCFAs 对细胞进行处理, 可以显著地降低单核髓源抑制性细胞(M-MDSCs)和多形核髓源抑制性细胞(PMN-MDSCs)中特征性免疫抑制基因的表达水平。喂食高 LCFAs 含量饮食的小鼠在不同的癌症模型中均表现出肿瘤进展延缓和生存期延长。此外, 这种 LCFAs 介导的对 M-MDSCs 和 PMN-MDSCs 的抑制作用与增强的 CD8+ T 细胞抗肿瘤免疫相关, 这种效应在荷瘤裸鼠中消失。研究结果揭示了 LCFAs 在肿瘤免疫微环境中以前未被充分认识的一种作用, 提示癌症治疗的新策略。
关键词 长链脂肪酸(LCFAs); 肿瘤免疫微环境; 髓源抑制性细胞(MDSCs); 抗肿瘤免疫
越来越多的证据表明, 患者的代谢状态, 特别是肥胖或营养不良, 能显著地影响多种癌症的预后及抗肿瘤免疫[1–4]。脂肪酸是代谢网络的核心分子, 根据碳链长度可分为短链脂肪酸(SCFAs, 碳链长度≤6)、中链脂肪酸(MCFAs, 碳链长度 8～12)和长链脂肪酸(LCFAs, 碳链长度≥14), 三者在肿瘤发生发展中扮演着复杂且差异化的角色[5]。SCFAs 多通过肠道菌群代谢参与免疫调节, 部分类型可抑制肿瘤细胞增殖[6]; MCFAs 因易被氧化供能, 常被肿瘤细胞利用来满足快速增殖需求[7]; LCFAs 是脂肪酸代谢的重要组成部分, 在肿瘤中的作用近年来逐渐成为研究焦点[8]。为了深入地理解代谢调节肿瘤免疫的机制, 解析 LCFAs 与肿瘤免疫微环境的相互作用已成为开发新疗法的关键方向。
长链脂肪酸(LCFAs)不仅是各类细胞过程不可或缺的代谢物, 为细胞提供能量来源并参与细胞膜构建等基础生理活动, 还作为关键信号分子在复杂的免疫反应网络中发挥着核心调控作用[9]。例如, 已经有大量的研究通过细胞实验与动物模型验证, LCFAs 可与 Toll 样受体 4 (TLR4)等模式识别受体特异性结合, 通过激活下游的 NF-κB 等信号通路来启动一系列促炎免疫反应, 比如促炎细胞因子的释放与免疫细胞的募集[10]。此外, LCFAs 可能通过与细胞膜上特定的 G 蛋白偶联受体(GPCRs)结合, 触发诸如 PI3K/Akt 等有助于免疫调节的下游信号通路, 从而精细地调控免疫细胞的活化、增殖与功能执行[11–12]。研究证据还显示, LCFAs 对肿瘤免疫的核心效应细胞——CD8+ T 细胞和自然杀伤(NK)细胞存在多方面的影响, 包括调节其代谢重编程、细胞毒性功能及在肿瘤微环境中的存活能力等[13–14]。同时, LCFAs 可能直接作用于某些癌细胞, 通过调控线粒体功能以及凋亡相关蛋白表达等途径, 影响其存活能力与抗凋亡特性, 进而参与肿瘤细胞的生长与耐药过程[15]。尽管上述研究已在分子机制与细胞功能层面取得一定的进展, 但 LCFAs 在肿瘤免疫微环境这一动态复杂系统中的具体病理生理功能(如与其他免疫细胞及基质细胞的相互作用以及对免疫抑制网络的调控模式等)仍然有待更全面和深入的阐明。
髓源抑制性细胞(MDSCs)通常由不同的肿瘤诱导产生, 代表免疫微环境的一个核心成分[16–17]。根据其细胞来源, MDSCs 可进一步分为两个亚型, 即单核髓源抑制性细胞(M-MDSCs)和多形核髓源抑制性细胞(PMN-MDSCs)。众所周知, 作为一种定义性特征, M-MDSCs 和 PMN-MDSCs 在肿瘤微环境中同时表达多种免疫抑制信号, 包括精氨酸酶-1 (ARG1)、诱导型一氧化氮合酶(iNOS)、程序性死亡配体 1(PD-L1)和白细胞介素 10(IL-10)。这些免疫抑制因子可以共同阻断 CD8+ T 细胞的抗肿瘤作用, 从而促进肿瘤进展[18–20]。因此, 已有大量研究致力于对抗 MDSCs 的免疫抑制功能, 希望找到增强机体抗肿瘤免疫的新策略[21]。值得注意的是, 已经有文献报道长期食用高脂饮食会刺激小鼠体内的MDSCs, 导致肿瘤进展加剧[22–24]。然而, 在更接近生理情况的条件下, LCFAs 对肿瘤微环境中 MDSCs的潜在影响仍然有待研究。
所有小鼠实验过程均符合北京大学实验动物福利伦理委员会(IACUC)批准的方案(实验动物伦理号: LSC-YangJ-3, 批准日期: 2022 年 3 月 23 日)。
小鼠饲养在 12 小时光照、12 小时黑暗的光暗循环条件下(光照时间 7:00am—7:00pm), 除非另有说明, 可随意获取饲料和水。高脂饲料含 60%的脂肪热量、20%的碳水化合物热量和 20%的蛋白质热量(Research Diets)。C57BL/6 野生型和 BALB/c 裸鼠购自 Charles River International 公司。实验中使用 6～8 周龄的雄性小鼠。
RM-1 前列腺癌细胞和 Lewis 肺癌(LLC)细胞购自国家实验细胞资源共享平台, 支原体检测呈阴性。RM-1 和 LLC 细胞培养于补充有 10%热灭活胎牛血清(HI-FBS; Sigma)、100U/mL 青霉素和 100μg/ mL 链霉素的 DMEM 培养基(Thermo Fisher Scienti-fic)中。
对于 RM-1 或 LLC 肿瘤的同种移植模型, 将悬浮于 100μL DMEM 中的 2×105个(用于生存率监测)或 5×105个(用于组织分析)癌细胞, 皮下注射到每只小鼠的右后肢上方。每天测量肿瘤尺寸, 计算肿瘤体积: 宽度(mm)×宽度(mm)×长度(mm)/2。在生存率监测实验中, 当肿瘤体积达到 2000mm3时对小鼠实施安乐死。
为了测量血浆 FFAs, 通过心脏穿刺, 从小鼠体内采集血液, 并立即在 3000g离心 10 分钟, 获得血浆样本。为了测量肿瘤中的 FFAs, 将新鲜解剖的肿瘤在冰上充分匀浆, 所得匀浆在 5000g离心 10 分钟, 以便清除组织碎片。对于不同样本中的 FFAs水平, 通过 FFAs 含量检测试剂盒(Solarbio, #BC0595)定量。
通过心脏穿刺采集小鼠血液, 加入含 5mmol/L Na-EDTA (pH 8.0)的磷酸盐缓冲液(PBS)中。
解剖脾脏并在冰上剪碎, 研磨后, 经 70μm 细胞筛过滤。
解剖肿瘤, 并在冰上剪碎。将组织在含 0.1mg/ mL Liberase TL (Roche)、20μg/mL DNase I (Sigma)、10mmol/L HEPES 和 3% HI-FBS 的 RPMI-1640 (Ther-mo Fisher Scientific)中于 37℃消化 15 分钟。然后将组织研磨, 经 70μm 细胞筛过滤。
将从不同小鼠组织制备的细胞悬液在 500g离心 5 分钟, 并重悬于氯化铵–钾(ACK 缓冲液, Ther-mo Fisher Scientific)溶液中, 裂解红细胞。细胞悬液再次在 500g离心 5 分钟, 并重悬于含 3% HI-FBS的 Hank 平衡盐溶液(HBSS, Thermo Fisher Scientific)中。细胞用预定的 FACS 抗体染色, 并在 BD LSR-Fortessa 上进行处理。实验中使用的 FACS 抗体包括组合 1 (CD45-PE (BioLegend, #103106), CD11b-FITC(BioLegend, #101206), Ly6G-APC (Thermo Fi-sher Scientific, #17-9668-82), Ly6C-APC-Cy7 (Bio-Legend, #128026)); 组合 2 (CD45-APC-Cy7 (BioLe-gend, #103116), CD3-PE (Thermo Fisher Scientific, #12-0032-82), CD4-APC (BioLegend, #100412), Foxp3-Alexa fluor 700 (BioLegend, #126422), CD8-FITC (Bio-Legend, #100706)); 组合 3 (CD45-APC-Cy7, CD8a-eFluor 450 (Thermo Fisher Scientific, #48-0086-42), CD25-FITC (BioLegend, #101908), CD44-BV605 (Bio-Legend, #103047), CD69-BV711 (BioLegend, #104537), PD-1-PE-Cy7 (Thermo Fisher Scientific, #25-9985-82), TIM-3-PE (BioLegend, #119704)和 LAG-3-APC (BioLegend, #125210))。
FACS 数据通过 FlowJo(https://www.flowjo.com,版本号为 v10.10)进行分析。免疫细胞类型的鉴定如下: PMN-MDSCs (CD45+ CD11b+ Ly6G+ Ly6C–), M-MDSCs (CD45+ CD11b+ Ly6C+ Ly6G-), CD4+ T 细胞(CD45+ CD3+ CD8– CD4+), Tregs (CD45+ CD3+ CD8– CD4+ Foxp3+), CD8+ T 细胞(CD45+ CD3+ CD8+ CD4–)。分别检测 CD8+ T 细胞上激活标志物(CD25, CD44, CD69)或耗竭标志物(PD-1, TIM-3, LAG-3)的平均荧光强度。
我们使用 RNeasy Mini Kit (Qiagen)提取细胞总RNA。首先, 将体外培养的细胞或研磨充分的组织加入含 β-巯基乙醇的 Buffer RLT 中充分裂解。裂解液经离心后, 上清液转移至吸附柱, 通过离心, 使RNA 特异性结合到硅胶膜上, 然后依次用 Buffer RW1 和 Buffer RPE 洗涤去除杂质。最后, 用不含RNase 的无菌水洗脱, 得到高纯度总 RNA, 并通过分光光度计检测其浓度和纯度(A260/A280)。取 1μg 总 RNA, 使用 PrimeScript RT 试剂盒进行反转录。首先用 gDNA Eraser 去除残留的基因组 DNA, 再在 PrimeScript RT 酶的作用下, 用 Oligo dT 和随机引物的混合物, 将 mRNA 反转录为 cDNA。以稀释后的 cDNA 为模板, 使用 SYBR Green Real-Time PCR Kit (Thermo Fisher Scientific)进行荧光定量 PCR分析。反应体系包含 SYBR Premix、特异性引物和cDNA 模板。在 QuantStudio 6Flex (Thermo Fisher Scientific)上运行程序: 95℃预变性 30 秒; 随后进行40 个循环的 95℃ 5 秒变性及 60℃ 30 秒退火和延伸, 并在每个循环结束时采集荧光信号。反应结束后, 进行熔解曲线分析, 验证扩增特异性。采用 ΔΔCt法处理数据, 以 Cyclophilin为内参, 分析目的基因的相对表达量。使用的 qPCR 引物序列如表 1 所示。整个操作过程均在无 RNase 环境下进行, 并设置技术重复来确保结果的可靠性。
通过 1.4 节所述方法, 对不同处理组小鼠肿瘤中的 PMN-MDSCs 和 M-MDSCs 进行 FACS 染色, 并在 BD FACSAria 上分选。细胞在补充有 10% HI-FBS, 100U/mL 青霉素和 100μg/mL 链霉素的 RPMI- 1640 中体外培养, 然后用 200μmol/L LCFAs (油酸:棕榈酸:硬脂酸=2:2:1)处理 0, 2 和 4 小时。对于体外共培养, 将等量 FACS 分选的 CD8+ T 细胞或MDSCs 在上述培养基中培养 4 小时后, 进行 FACS分析。
表1 qPCR 引物序列
Table 1 qPCR primer sequences
基因正向引物(5’-3’)反向引物(5’-3’) Il6GCTACCAAACTGGATATAATCAGGACCAGGTAGCTATGGTACTCCAGAA Il10CCTCTGACCCTTAAGGAGCTTATCGTTGCACAGGGGAGTCT Arg1AGACCACAGTCTGGCAGTTGCCACCCAAATGACACATAGG Nos2GTTCTCAGCCCAACAATACAAGAGTGGACGGGTCGATGTCAC Cd274GCTCCAAAGGACTTGTACGTGTGATCTGAAGGGCAGCATTTC CyclophilinTGGAGAGCACCAAGACAGACATGCCGGAGTCGACAATGAT
为了分析信号通路和转录因子, 对 FACS 分选的 PMN-MDSCs 和 M-MDSCs 进行体外培养, 并用200μmol/L LCFAs (油酸:棕榈酸:硬脂酸=2:2:1)处理 4 小时。三批 PMN-MDSCs 和 M-MDSCs 由北京华大基因进行双端 RNA 测序(RNA-seq)分析。RNA-seq 数据存储至 Figshare(https://figshare.com), 链接为 10.6084/m9.figshare.30480146。基因表达水平定量为每百万转录本数(TPM)。使用 cluster-Profiler(版本号为 4.12.6), 对 LCFAs 处理后 MDSCs 的差异表达基因进行基因本体(GO)富集分析。针对MSigDB M3 文库(https://www.gseamsigdb.org/gsea/ msigdb/mouse/collection_details.jsp), 使用 enrichR 进行转录因子基序的基因集富集分析。使用 ggplot2, 将显著结果可视化为点图。
使用 GraphPad Prism 9.5.0 (http://www.graphpad. com/scientific-software/prism)进行 Student’s t检验、ANOVA 及事后检验或对数秩(log-rank)检验。所有数据点代表生物学重复。
作为本研究切入点, 我们试图探究 LCFAs 对体外培养 MDSCs 的潜在影响。为此, 我们给 C57BL /6 野生型小鼠接种了 RM-1 细胞, 这是一种常见的前列腺肿瘤同种移植模型(图 1(a))。接种后第 17 天取肿瘤组织, 通过流式细胞术(FACS), 从肿瘤免疫微环境中分选出 M-MDSCs(CD45+ CD11b+ Ly6C+ Ly6G–)和 PMN-MDSCs (CD45+ CD11b+ Ly6G+ Ly6C–)(图 1(b))。将体外培养的 MDSCs 用 200μmol/L LCFAs(油酸:棕榈酸:硬脂酸=2:2:1)处理 4 小时, 随后的 RNA 测序(RNA-seq)结果显示, LCFAs 处理后信号通路和转录因子活性发生显著的变化(图 1(c)和(d))。这种转录反应表明 LCFAs 直接激活 MDSCs中的关键调控网络, 提示 LCFAs 介导的MDSC 功能调节的潜在机制基础。
为了进一步验证这些转录变化并评估其动力学特征, 我们分别用 LCFAs 体外处理 M-MDSCs 和PMN-MDSCs。在多个时间节点(0, 2 和 4 小时)收集样本, 并通过实时荧光定量 PCR (qPCR), 评估特征基因的表达。重要的是, 随着时间的推移, LCFAs处理大幅度降低 M-MDSCs 中 Il6, Arg1, Nos2, Il10和 Cd274的表达水平(图 2(a))。在 PMN-MDSCs 中同样观察到这种 LCFAs 的抑制作用(图 2(b))。相反地, 我们通过 FACS, 从野生型小鼠脾脏中分选出单核细胞和粒细胞, 用于体外 LCFAs 处理。结果表明, LCFAs 对未处理野生型小鼠脾脏中正常单核细胞和粒细胞内这些免疫抑制因子的表达未产生显著影响(图 2(c)和(d))。
为了进一步评估 MDSCs 的免疫抑制功能, 我们将 M-MDSCs 与 CD8+ T 细胞按 1:1 的比例在体外共培养 4 小时, 然后测量 CD8+ T 细胞上激活和耗竭标志物的平均荧光强度(图 3(a))。正如预期的那样, M-MDSCs 显著地下调 CD8+ T 细胞的激活标志物(如 CD25 和 CD44)(图 3(b)), 同时上调耗竭标志物(包括 TIM-3、PD-1 和 LAG-3)(图 3(c))。这些结果表明, LCFAs 可以特异性地抑制 MDSCs 的免疫抑制功能。这种机制可能是通过下调 MDSCs 中关键免疫抑制因子的表达并减弱其对 CD8+ T 细胞的抑制作用实现的。
我们试图在体内验证 LCFAs 介导的对 MDSCs的抑制作用。为此, 给 C57BL/6 野生型小鼠接种RM-1 癌细胞, 然后喂食普通饲料或高脂肪含量的饲料(图 4(a))。正如预期的那样, 摄入这种高脂饮食有效地增加了小鼠血浆和肿瘤中的 FFAs 水平(图5(a))。随后, 从肿瘤免疫微环境中 FACS 分选出MDSCs, 并分析其特征基因的表达。与上述体外结果一致, 喂食高脂饮食的小鼠 M-MDSCs (图 4(b))以及 PMN-MDSCs (图 4(c))中的 Il6, Arg1, Nos2, Il10和Cd274水平显著降低。
基于这些体外和体内发现, LCFAs 可能减轻免疫微环境中 MDSCs 的功能, 从而影响肿瘤进展。为了验证这种可能性, 我们首先将接种了 RM-1 癌细胞的 C57BL/6 野生型小鼠置于普通饲料或高脂饮食条件下。喂食高脂饮食小鼠的血浆和肿瘤中FFAs 水平升高(图 5(a))。更重要的是, 这种高脂饮食条件足以抑制肿瘤生长, 接种后第 8 天和第 17天, 肿瘤体积和重量均有所减少(图 5(b)和 5(c))。同时, 高脂饮食组小鼠的 RM-1 肿瘤体积增长速度也显著延缓(图 5(d))。相应地, 与普通饲料组相比, 喂食高脂饮食的小鼠的总体生存期延长(图 5(e))。
(a)实验流程; (b)小鼠 RM-1 肿瘤中 M-MDSCs 和 PMN-MDSCs 的代表性 FACS; (c)对 M-MDSCs 或 PMN-MDSCs 对照组相比于 LCFA 处理组显著上调的基因进行基因本体(GO)富集分析的结果; (d)针对 MSigDB M3 文库, 对PMN-MDSCs 对照组与 LCFA 处理组之间的差异表达基因进行转录因子富集分析的结果
图1 体外 LCFAs 处理对小鼠 RM-1 肿瘤中 MDSCs 的功能抑制作用
Fig. 1 LCFAs treatment inhibit the function of MDSCs in mouse RM‑1 tumors in vitro
(a)～(b)用LCFAs处理0, 2或4小时的M-MDSCs和PMN-MDSCs特征基因的相对mRNA水平; (c)～(d)用溶剂或LCFAs处理4小时的单核细胞和粒细胞特征基因的相对mRNA水平。(a)和(b)采用单因素方差分析, (c)和(d)采用Student’s t检验。数据用平均值±标准误(SEM)表示, * p < 0.05, n.s.表示无显著性差异, 下同
图2 体外 LCFAs 处理以时间依赖性的方式抑制肿瘤相关免疫抑制因子的表达
Fig. 2 LCFAs treatment inhibit the expression of tumor-associated immunosuppressive factors in a time-dependent manner in vitro
(a)实验流程; (b)～(c)通过FACS定量分析与M-MDSCs体外共培养后CD8+ T细胞激活(b)和耗竭(c)标志物的平均荧光强度(MFI)(Student’s t检验)
图3 MDSCs 在共培养过程中抑制 CD8+ T 细胞的激活并诱导其耗竭
Fig. 3 MDSCs suppress the activation and induce the exhaustion of CD8⁺ T cells during co-culture
与此同时, 我们给 C57BL/6 野生型小鼠接种另一种常见的同种移植肿瘤模型——Lewis 肺癌(LLC)。荷瘤小鼠随后被喂食普通饲料或高脂饮食。与 RM-1 模型类似, 摄入高脂饮食提高了这些小鼠血浆和肿瘤中的 FFAs 水平(图 6(a))。同样, 与普通饲料组相比, 高脂饮食组小鼠的 LLC 肿瘤体积和重量在接种后第 8 天和第 17 天均有所减少(图 6(b)和 6(c))。同时, 高脂饮食组小鼠的 LLC 肿瘤体积增长也较慢(图 6(d))。此外, 高脂饮食组小鼠的存活率得到提高(图 6(e))。
与肿瘤进展延缓一致, 与普通饲料条件相比, 高脂饮食在接种后第 8 天增强了免疫微环境中的CD4+和 CD8+ T 细胞(图 7(a))。尽管高脂饮食小鼠中肿瘤浸润 T 细胞的积累在肿瘤更晚期的第 17 天趋于正常化(图 7(b)), 但与普通饲料条件相比, 高脂饮食在接种后第 17 天急剧减少了免疫微环境中的调节性 T 细胞(Tregs)(图 7(c))。此外, 我们发现, 高脂饮食条件在接种后第 17 天增强了肿瘤浸润 CD8+ T细胞的激活标志物(如 CD25 和 CD69)的表达(图 7 (d)), 同时减少了耗竭标志物(包括 TIM-3 和 LAG-3) (图 7(e)), 进一步支持其对肿瘤微环境具有特异性作用。
最后, 我们试图验证 LCFAs 介导的肿瘤进展抑制依赖于 T 细胞抗肿瘤免疫。给裸鼠(一种常见的缺乏适应性免疫的模型)接种 RM-1 或 LLC 癌细胞, 然后喂食普通饲料或高脂饮食。与上述从野生型小鼠样本中获得的结果形成鲜明的对比, 喂食高脂饮食裸鼠的 RM-1 肿瘤(图 8(a))或 LLC 肿瘤(图 8(b))的生长速率与喂食普通饲料裸鼠相当。此外, 裸鼠体内 RM-1 或 LLC 肿瘤的组织重量未受饮食条件的影响(图 8(c))。
(a)实验流程; (b)～(c)通过 qPCR 定量 M-MDSCs 和 PMN-MDSCs 特征基因的相对 mRNA 水平(Student’s t检验)
图4 喂食高脂饮食下调肿瘤相关免疫抑制因子的表达
Fig. 4 High-fat diet feeding downregulates the expression of tumor-associated immunosuppressive factors
本文研究结果显示, LCFAs 可抑制 M-MDSCs和 PMN-MDSCs 免疫抑制功能, 从而延缓肿瘤进展, 这是以前未被充分认识的作用。我们注意到该领域有几项研究显示, 在长期食用高脂饮食诱导的肥胖小鼠模型中, MDSCs 会被刺激, 导致肿瘤进展加速[22–24]。关键的区别在于 LCFAs 暴露的持续时间: 长期暴露于 LCFAs(如慢性高脂饮食)会刺激 MDSCs,促进肿瘤进展; 本研究则强调一种相反的急性效应, 短期 LCFAs 暴露直接抑制 MDSCs 抑制免疫系统的能力。例如, 在本研究中, 小鼠仅在接种癌细胞时才被喂食高脂饮食, 而在先前研究的小鼠模型中, 高脂饮食至少使用 16 周。因此, 出现一种具有启发性的可能性, 即 LCFAs 可能以时间依赖的方式, 对 MDSCs 以及抗肿瘤免疫的总体结果产生截然不同的双向影响, 这个问题值得更深入的研究。重要的是, 表现出恶病质的癌症患者血浆脂肪酸水平显著降低[25]。鉴于我们的发现, LCFAs可用性的降低是否可能是导致这些患者抗肿瘤免疫受损的原因, 需要未来的研究关注。此外, 补充LCFAs 是否有助于阻断 MDSCs 功能, 从而对癌症相关恶病质产生有益影响, 尚待临床检验。
(a)接种后第17天小鼠血浆或肿瘤中的FFAs (Student’s t检验); (b)接种后第21天荷瘤小鼠外观; (c)接种后第8或17天收获肿瘤并称重(Student’s t检验); (d)接种后第8, 11, 14和17天肿瘤体积(双因素方差分析); (e)小鼠生存率(n = 15, 对数秩检验)
图5 喂食高脂饮食抑制 RM-1 肿瘤的进展
Fig. 5 High-fat diet feeding inhibits the progression of RM-1 tumors
LCFAs 阻断 MDSCs 免疫抑制功能的确切分子机制仍然有待确定。我们的研究结果表明, LCFAs处理在体内和体外均显著地降低 MDSCs 中免疫抑制因子的表达。此外, 这种处理增加 CD8+ T 细胞的激活标志物, 同时降低其耗竭标志物。在机制上, RNA 测序结果表明, LCFAs 可能主要通过对 MSX1, CEBPG 和 NR2F2 的转录调节来抑制肿瘤进展。研究表明, MSX1 抑制 Notch 信号通路, 从而诱导宫颈癌细胞的细胞周期停滞和凋亡[26]。此外, 据报道, 频繁的 MSX1 甲基化及其与 PIASy 的相互作用可抑制血管生成[27]。相反地, 另外一些研究发现 CEBPG可以抑制卵巢癌细胞的凋亡, 从而促进肿瘤进展, 并可直接增强多种肿瘤类型中癌细胞的增殖和迁 移[28–30]。同时, NR2F2 已经被证实参与维持或增强肿瘤干细胞样特性, 并上调涉及细胞迁移和侵袭性的基因, 促进肿瘤细胞突破基底膜和周围组织屏障[31]。总而言之, 这些发现表明, LCFAs 可能通过上调与 MSX1 相关的转录通路, 同时下调与 CEBPG和 NR2F2 相关的通路, 从而通过 MDSCs 发挥其抗肿瘤作用。值得注意的是, 先前的研究表明, 过氧化物酶体增殖物激活受体 γ(PPARγ)可能作为 LCFAs在各种细胞类型中的关键受体[32]。此外, 转录分析结果表明, PPARγ 在小鼠和人类的单核细胞、中性粒细胞和其他髓系细胞中富集表达[8,33]。因此, 可以设想 PPARγ 信号可能在指定肿瘤免疫微环境中MDSCs 的作用方面发挥重要作用。事实上, 几项研究已经证明, 长期服用 PPARγ 激动剂或相关药理学方法可以在不同背景下抑制肿瘤进展[32,34–35]。我们推测 LCFAs 与 MDSCs 中的 PPARγ 结合, 导致免疫抑制基因转录受阻, 从而恢复 CD8+ T 细胞的抗肿瘤功能。这一推测得到 PPARγ 在拮抗 NF-κB 通路中既定作用的支持, 而 NF-κB 通路对 MDSCs 功能至关重要[36–37]。
(a)接种后第17天小鼠血浆或肿瘤中的FFAs (Student’s t检验); (b)接种后第17天LLC肿瘤外观; (c)接种后第8或17天收获肿瘤并称重(Student’s t检验); (d)接种后第8, 11, 14和17天肿瘤体积(双因素方差分析); (e)小鼠生存率(n = 15, 对数秩检验)
图6 喂食高脂饮食延缓 LLC 肿瘤的进展
Fig. 6 High-fat diet feeding delays the progression of LLC tumors
现有研究已经证明, 富含中链甘油三酯(MCT)的饮食方案在对抗癌症恶病质相关的体重减轻并同时减少肿瘤体积方面是有效的[38]。此外, 采用高脂营养范式的研究者探索了通过饮食策略逆转恶病质, 该策略利用肿瘤组织与宿主生物体之间的代谢差异, 选择性地滋养宿主组织而牺牲肿瘤[39]。我们高脂饮食实验的结果与这些研究结果一致。具体而言, 体外共培养实验表明, LCFAs 在早期阶段抑制MDSCs 的免疫抑制功能。这种效应可能由 LCFAs为免疫细胞提供优先能源介导, 从而减轻 MDSCs活性, 并随之减缓肿瘤进展。
综上所述, 本研究揭示了 LCFAs 对 MDSCs 的关键免疫调节作用, 提示了抗癌治疗策略的新切入点。
本研究有一定的局限性。我们使用油酸、棕榈酸和硬脂酸比例为 2: 2 : 1 的 LCFAs 混合物, 浓度为200µmol/L, 接近非恶病质人类的血浆水平。然而, 尚不清楚这一比例能否反映人类肿瘤中的脂肪酸谱, 以及肿瘤微环境(TME)中(由脂肪细胞或癌细胞局部产生的)LCFAs 是否存在差异。此外, 我们小鼠模型中的膳食 LCFAs 水平可能无法反映人类的饮食模式, 有必要使用更具生理相关性的剂量进行研究。
(a)～(b)接种后第8天(a)或17天(b)收获肿瘤, 通过FACS定量肿瘤中CD4+和CD8+ T细胞(双因素方差分析); (c)接种后第17天收获肿瘤, 通过FACS定量肿瘤中Tregs (Student’s t检验); (d)～(e)接种后第17天收获肿瘤, 通过FACS检测CD8+ T细胞激活(d)和耗竭(e)标志物的平均荧光强度(Student’s t检验)
图7 喂食高脂饮食增强肿瘤中 T 细胞的浸润
Fig. 7 High-fat diet feeding enhances T-cell infiltration in tumors
(a)～(b) RM-1或LLC肿瘤的体积(双因素方差分析); (c)接种后第15天收获肿瘤并称重(双因素方差分析)
图8 LCFA 介导的肿瘤进展抑制依赖于适应性免疫(BALB/c 裸鼠)
Fig. 8 LCFA-mediated tumor progression inhibition depends on adaptive immunity (BALB/c nude mice)
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Long-Chain Fatty Acids Inhibit Myeloid-Derived Suppressor Cells to Delay Tumor Progression
Abstract To clarify the regulatory role and underlying mechanism of long-chain fatty acids (LCFAs) in the tumor immune microenvironment, this study focused on myeloid-derived suppressor cells (MDSCs) and various mouse tumor models. By employing in vitro and in vivo LCFA exposure and high-LCFA diet interventions, we analyzed the effects of LCFAs on the immunosuppressive function of MDSCs, CD8+ T cell-mediated anti-tumor immunity, and tumor progression. The results demonstrated that treating cells with LCFAs both in vitro and in vivo significantly decreased the expression levels of characteristic immunosuppressive genes in monocytic MDSCs (M-MDSCs) and polymorphonuclear MDSCs (PMN-MDSCs). Animal experiments showed that mice fed a high-LCFA diet exhibited delayed tumor progression and prolonged survival across different cancer models. Furthermore, this LCFA-mediated inhibition of M-MDSCs and PMN-MDSCs correlates with enhanced CD8+ T antitumor immunity, which is abolished in tumor-bearing nude mice. These results reveals a previously under-recognized role of LCFAs in the tumor immune microenvironment, implicating novel therapeutic strategies for cancer treatment.
Key words Long-chain fatty acids (LCFAs); tumor immune microenvironment; myeloid-derived suppressor cells (MDSCs); antitumor immunity